牛磺酸通过调节Toll样受体4/核因子κB信号通路改善硫代乙酰胺诱导的大鼠肝纤维化
发布时间：
2026-08-07 13:10
牛磺酸通过调节Toll样受体4/核因子κB信号通路改善硫代乙酰胺诱导的大鼠肝纤维化
南希·S·尤尼斯 ，阿迈勒·M·H·加尼姆 ，穆罕默德·A·埃尔莫尔西 & 赫巴·A·梅特瓦利
肝纤维化是一个严重的健康问题，可导致严重疾病和死亡。不幸的是，由于其发病机制复杂，目前尚未批准用于肝纤维化的标准治疗方法。本研究旨在通过调节Toll样受体4/核因子κB信号通路，评估牛磺酸对硫代乙酰胺诱导的大鼠肝纤维化的抗纤维化作用。牛磺酸的同时给药和晚期给药(100 mg/kg，腹腔注射，每日)均显著降低了血清ALT和AST活性的升高，并显著逆转了血清白蛋白和总蛋白的降低。这些结果通过组织病理学检查以及α-SMA、半胱天冬酶-3和NF-κB的免疫组织化学检测得到证实。牛磺酸的抗氧化潜力通过肝组织中GSH含量的显著增加和MDA水平的降低得到验证。通过研究TLR4、NF-κB的表达来评估牛磺酸的抗纤维化作用。测定了IL-6、LPS、MyD88、MD2、CD14、TGF-β1和TNF-α的蛋白水平。进行对接研究以了解牛磺酸在TLR4-MD2复合物中的相互作用方式，结果表明它与MD2的疏水结合位点具有良好的结合。我们得出结论，牛磺酸的抗纤维化作用归因于对TLR4/NF-κB信号的调节。
肝纤维化是一种主要的健康状况，可导致严重疾病和死亡 。肝纤维化由分泌细胞因子和生长因子的免疫细胞激活引发，导致肝星状细胞(HSCs)激活并随后产生胶原蛋白。因此，ECM在肝脏中积累，胶原分解过程持续 ，最终导致肝硬化及其癌症和死亡并发症 。
尽管已经付出了相当大的努力，试图通过抑制纤维化过程中常见的关键途径来战胜肝纤维化，但目前尚无美国食品药品监督管理局(FDA)批准的用于肝纤维化的药物 。已经进行了许多试验，旨在抑制肝星状细胞和库普弗细胞的激活，因为它们会引发氧化和炎症反应，并随后刺激许多纤维化介质 。当长期使用治疗方法时，必须预防与肝损伤相关的纤维化并发症的发生。许多先前的报告表明，在某些条件下肝纤维化可以逆转，肝脏结构可恢复到接近正常 。人们希望通过了解肝纤维化的病因并开发改进的诊断工具，能够开发出治疗肝纤维化和管理肝硬化的方法。
牛磺酸，即2-氨基乙磺酸，是大多数动物组织中最丰富的游离氨基酸。牛磺酸存在于我们的日常食物中，也存在于抗疲劳能量软饮料和运动员能量补充剂中 。它在许多生物过程中起着至关重要的作用 ；稳定生物膜并调节钙通量。它还具有通过调节促炎介质释放而实现的抗氧化和抗炎特性
沙特阿拉伯王国阿赫萨法赫德国王大学临床药学院药物科学系。 埃及扎加齐格大学药理学系，扎加齐格。 埃及法尤姆大学药学院生物化学系，法尤姆63514。4埃及曼苏拉大学药学院药物有机化学系，曼苏拉。 埃及三角洲大学药学院药物化学系，加马萨35712。 埃及三角洲大学药学院生物化学系，加马萨35712。 埃及亚历山大大学药学院药物生物化学系，亚历山大21500。细胞因子 。许多报告表明牛磺酸在先天免疫反应中起主要作用，并建议将其用于预防和治疗许多感染和慢性炎症性疾病 。与其他活性成分相比，牛磺酸的毒性相对较低 。
| 对照组 | Tau组 | TAA组 | Con TAA+Tau组 | 晚期TAA + Tau组 | |
| 谷丙转氨酶(国际单位/升) | 45.1±4.4 | 49.33±3.3 | 113.4±7.6* | 47.4±3.3* | 56.1±9.7* |
| 谷草转氨酶(国际单位/升) | 102.8±6.8 | 108.8±10.8 | 226.8±14.4* | ||
| 白蛋白(克/分升) | 4.263±0.07 | 4.03±0.09 | 2.99±0.14* | ||
| 总蛋白(克/分升) | 7.93±0.11 | 7.213±0.23 | 6.80±0.09* |
表1. 肝功能分析。ALT，丙氨酸转氨酶；AST，天冬氨酸转氨酶；Tau，牛磺酸；TAA，硫代乙酰胺。*与对照组相比有显著性差异(P<0.05)，#与TAA组相比有显著性差异 与Con TAA + Tau组相比有显著性差异 。
先前的报告显示，在某些肝脏疾病中肝脏牛磺酸水平会降低 。牛磺酸从前中央肝细胞释放，因此牛磺酸的血浆浓度被用作肝损伤的潜在标志物 。牛磺酸作为一种肝脏保护剂可预防肝损伤 ，并对中枢神经系统(CNS)有重要作用 。它可能作为一种渗透压调节剂并降低中枢神经系统中的氧化应激 。
牛磺酸要么直接从食物中摄取，要么由半胱氨酸和蛋氨酸内源性合成。根据欧洲食品安全局的数据，每日摄入3 - 6克牛磺酸未显示出副作用。吸收的牛磺酸很少与血浆蛋白结合，并在组织中达到非常高的浓度，处于毫摩尔范围内，而在血浆中水平非常低( )。因此它在细胞膜上有相当大的浓度梯度 。先前的研究表明，外源性牛磺酸可以预防肝损伤以及受损肝脏中细胞外基质的积累，逆转肝纤维化 。牛磺酸转运体基因敲除小鼠表现出伴有纤维化、炎症和肝细胞凋亡的慢性肝病 。牛磺酸还可能降低氧化应激并抑制炎症和促纤维化生长因子的产生，并抑制星状细胞的激活 。先前的研究探讨了补充牛磺酸对日本血吸虫感染诱导的肝纤维化发病机制的影响。许多临床试验研究了含牛磺酸的营养补充剂和能量饮料的使用，并确定其治疗效果 。
Toll样受体(TLRs)在触发针对病毒、细菌和真菌结构成分的炎症反应中起关键作用 。TLR胞质结构域，即Toll/IL - 1受体(TIR)，与其他启动信号传导的炎症标志物相互作用，并通过刺激NF - 来促使许多免疫反应基因的表达 。牛磺酸因其对NF - 的抑制作用以及随后在体内对炎症过程的调节作用而受到研究 。在我们的研究中，我们通过调节Toll样受体4/核因子κB信号通路，探讨了牛磺酸对大鼠肝纤维化的抗纤维化潜力。
结果
生化分析。硫代乙酰胺(TAA)给药后，肝细胞中的肝酶丙氨酸转氨酶(ALT)和天冬氨酸转氨酶(AST)泄漏到血液中，其活性显著升高得以确定。与对照组相比，TAA组白蛋白和总蛋白浓度降低。同时给予(Con TAA + Tau)和后期给予牛磺酸(late TAA + Tau)治疗显著降低了TAA诱导的AST和ALT活性升高，并逆转了TAA组总蛋白和白蛋白浓度的降低。与后期给予牛磺酸组(late TAA + Tau)相比，同时给予牛磺酸组(Con TAA + Tau)中AST活性显著降低，而与后期给予牛磺酸组相比，同时给予牛磺酸组中总蛋白水平显著升高，如表1所示。
与对照组相比，TAA组丙二醛(MDA)水平显著升高。与对照组相比，这种升高伴随着肝脏谷胱甘肽(GSH)含量的显著降低。与TAA组相比，同时和晚期给予牛磺酸治疗均使MDA水平显著降低，肝脏GSH含量显著增加。如图1所示，Con TAA + Tau组的MDA含量显著降低，与晚期TAA + Tau组相比，GSH含量显著增加。
蛋白质水平和基因表达。在本研究中，测量了用TAA处理的大鼠肝脏匀浆中IL-6、LPS、MyD88、MD2、CD14、TGF-β1和TNFa的水平，其中一些大鼠同时或在后期接受了牛磺酸处理。使用qRT-PCR评估肝脏TLR-4和NFκB的相对表达。与对照组相比，TAA组中IL-6、LPS、MyD88、MD2、CD14、TGF-β1和TNF-a的水平显著升高。与TAA组相比，两个牛磺酸处理组的IL-6、LPS、MyD88、MD2、CD14、TGF-β1和TNF-α水平均降低。如图2所示，与晚期TAA + Tau组相比，Con TAA+Tau组的IL-6和TGF-β1水平显著降低。
与对照组相比，TAA组中TLR-4和NFκB的水平显著上调。与TAA组相比，两个牛磺酸处理组中TLR-4和NFκB的水平均显著下调。如图3所示，与晚期TAA + Tau组相比，Con TAA + Tau组中TLR-4的相对表达显著降低。
图1.(A)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + Tau组和晚期TAA + Tau组的MDA含量。(B)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + Tau组和晚期TAA + Tau组的GSH含量。数值表示为平均值 标准误。每组大鼠数量为6只。MDA:丙二醛，GSH:还原型谷胱甘肽，Tau:牛磺酸，TAA:硫代乙酰胺。*:与对照组相比有显著性差异(P<0.05)。#:与TAA组相比有显著性差异(P<0.05)。$:与Con TAA + Tau组相比有显著性差异 。
组织学和免疫组织化学检查。苏木精和伊红(H&E)染色的肝脏切片显微镜图像显示，对照组和牛磺酸组肝小叶结构正常(评分为0)。TAA组的肝脏切片显示肝索、中央静脉和门管区排列紊乱，气球样变性(短箭头)，局灶性坏死(红色箭头)，门管区纤维组织增生伴白细胞浸润(长箭头)，明显的门管桥接以及门管至中央桥接(评分为5)。Con TAA + Tau组和晚期TAA + Tau组的肝脏切片显示肝纤维化(评分为3)(长箭头)，如图4所示。
天狼星红染色的肝脏切片显微镜图像显示，TAA诱导的肝纤维化中有大量胶原蛋白沉积，牛磺酸治疗可使其显著减少，阳性染色面积的减少证明了这一点(长箭头指向纤维组织)，如图5所示。
用抗α - SMA免疫染色的肝脏切片显微镜图像显示，在对照组和Tau组中，仅血管周围的平滑肌层呈阳性表达。如TAA组纤维化区域的棕色染色所示， - SMA蛋白的表达增加。在Con TAA + Tau组和晚期TAA + Tau组中，阳性染色减少(长箭头指向阳性染色的纤维组织)。免疫组织化学(IHC)用Mayer苏木精复染，如图6所示。
用抗caspase-3抗体免疫染色的肝脏切片显微镜图像显示，对照组和牛磺酸组染色非常轻微，硫代乙酰胺(TAA)组呈强阳性棕色染色，Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组呈轻度阳性染色(长箭头指向阳性染色的肝细胞)。免疫组化用梅耶苏木精复染，如图7所示。
用抗NF-κB抗体免疫染色的肝脏切片显微镜图像显示，对照组和牛磺酸组呈阴性染色，TAA组呈强阳性棕色染色(核反应)。Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组的阳性棕色反应明显降低(黑色箭头指向阳性细胞)。免疫组化用梅耶苏木精复染，如图8所示。
图2. (A)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中白细胞介素-6(IL-6)水平。(B)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中脂多糖(LPS)水平。(C)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中IL-6、转化生长因子-β(TGF-β)水平。(D)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中肿瘤坏死因子-α(TNF-α)水平。(E)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中髓样分化初级反应蛋白(MyD88)水平。(F)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中髓样分化蛋白2(MD2)水平。(G)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中分化簇14(CD14)水平。数值表示为平均值 标准误。每组大鼠数量为6只。IL-6:白细胞介素-6，LPS:脂多糖，TGF-β:转化生长因子-β，TNF-α:肿瘤坏死因子-α，CD14:分化簇14，MyD88:髓样分化初级反应蛋白，MD2:髓样分化蛋白2。牛磺酸:牛磺酸，TAA:硫代乙酰胺 *:与对照组相比有显著性差异(P<0.05)，#:与TAA组相比有显著性差异(P<0.05)，$:与Con TAA + 牛磺酸组相比有显著性差异(P<0.05)。
图3. (A)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中肝脏Toll样受体4(TLR-4)基因相对表达量。(B)对照组、牛磺酸组、TAA组、Con TAA + 牛磺酸组和晚期TAA + 牛磺酸组中肝脏核因子-κB(NF-κB)基因相对表达量。数值表示为平均值 标准误。每组大鼠数量为6只。TLR-4:Toll样受体4，NF-κB:核因子-κB，牛磺酸:牛磺酸，TAA:硫代乙酰胺。*:与对照组相比有显著性差异(P<0.05)，#:与TAA组相比有显著性差异(P<0.05)，$:与Con TAA + 牛磺酸组相比有显著性差异(P<0.05)。
分子对接研究。对接结果分析表明，牛磺酸能够以小于0.3 Å的均方根偏差(RMSD)拟合到MD2的疏水结合口袋中，最佳对接构象的对接分数为 ，如图9A所示。为了获得良好的结果，我们使用TLR4/MD2复合物(pdb代码:4G8A)进行了一系列对接模拟。我们选择了一个大的对接搜索区域，该区域包含MD2中整个LPS结合口袋，其具有由两个反平行的 - 片层相互分离形成疏水口袋的 - 杯状折叠结构。仔细观察牛磺酸与口袋位点之间的氨基酸相互作用，我们发现配体与Tyr131和Phe126的苯环接触，它们在结合时移动到这个位置。与结合位点Tyr131和Phe126中的两个氨基酸的极性相互作用的键长分别为2.82和3.53 Å 。我们还发现与碱性氨基酸Lys125的氢键相互作用以及与MD2结合位点的Ser127的另一个极性相互作用，如图9B、C所示。
讨论
库普弗细胞分泌炎性细胞因子伴随着肝纤维化的进展，这在几种肝脏疾病的发病机制中起着至关重要的作用 。肝纤维化的特征是肝细胞外基质(ECM)的改变。静止的肝星状细胞(HSCs)激活后会分化为肌成纤维细胞样细胞，其增殖增加、ECM积累以及α-平滑肌肌动蛋白(α-SMA)表达增加。因此，肝脏中胶原蛋白的积累被认为是纤维化的标志 。α-SMA是最广泛用于标记HSCs激活的标志物 。
硫代乙酰胺代谢产生一种肝毒素代谢产物，该产物触发活性氧(ROS)的过量产生，导致肝纤维化和肝硬化，并最终发展为肝癌 。这种代谢产物由细胞色素2E1(CYP2E1)产生 ，CYP2E1是许多外源性物质(如硫代乙酰胺(TAA))代谢的主要细胞色素P450 。超氧自由基的过量形成导致脂质过氧化增加，进而形成丙二醛(MDA)。MDA靶向DNA并导致突变。谷胱甘肽(GSH)通常可抵消氧化应激的有害影响。GSH还可使许多有毒化合物解毒 。我们的研究发现，同时和晚期给予 牛磺酸可显著保护肝细胞完整性，这可通过降低血清谷丙转氨酶(ALT)、谷草转氨酶(AST)活性以及肝脏MDA水平来表明。牛磺酸逆转了血清白蛋白、总蛋白浓度和GSH的降低。组织学结果证实了牛磺酸对TAA诱导的肝损伤和纤维化的保护作用。
图4. 苏木精-伊红(H&E)染色肝切片的显微镜图片。(A)对照组。(B)牛磺酸组。(C)TAA组。(D):TAA + 牛磺酸组。(E)晚期TAA + 牛磺酸组(F)肝纤维化评分。(A、C、E、G、G、I)放大倍数:100，标尺:100。(B、D、F、H、J)放大倍数:400，标尺:50。*:与对照组相比有显著性差异(P<0.05)，#:与TAA组相比有显著性差异 。
在本研究中，与对照组相比，TAA组中白细胞介素-6(IL-6)、脂多糖(LPS)、髓样分化因子88(MyD88)、髓样分化蛋白2(MD2)、脂多糖结合蛋白(CD14)、转化生长因子-β1(TGF-β1)和肿瘤坏死因子-α(TNF-α)水平显著升高 。先前的报道表明，胶原蛋白积累和成纤维细胞的激活与硬膜外纤维化密切相关 ，并且α-平滑肌肌动蛋白(α-SMA)在纤维化发病机制瘢痕中起重要作用 。TGF-β 的过量产生被认为是纤维化发生的潜在机制之一 。TGF-β 激活特定受体TGF-βRI和TGF-βRII，导致Smad2和Smad3磷酸化激活，然后与Smad4形成复合物。SMAD复合物转位到细胞核并激活胶原蛋白的转录 ，这通过H&E和天狼星红组织学检查以及α-SMA免疫表达得到证实。
胶原蛋白表达升高刺激肌成纤维细胞转分化，肌成纤维细胞分泌ECM，阻碍细胞对ECM的降解能力，最终导致纤维化 。TGF-β1级联的持续信号促进HSCs增殖，HSCs也产生ECM，导致纤维瘢痕形成 。TGF-β1通过磷脂酰肌醇-3-激酶(PI3K)-蛋白激酶B(Akt)途径诱导肌成纤维细胞分化，导致肝纤维化 。
牛磺酸的肝脏保护作用通过降低CYP2E1代谢活性或肝毒素引起的氧化应激得以阐明。牛磺酸的抗氧化和抗炎作用此前已通过脂质过氧化和中性粒细胞粘附的减少得到解释 ，本研究中，与TAA组相比，牛磺酸处理组中IL-6、LPS、MyD88、MD2、CD14、TGF-β1和TNF- 水平显著降低证实了这一推测。
Toll样受体(TLR)包括一个高度保守的受体家族，可识别病原体并促进宿主对微生物感染的检测。最近的研究表明，TLR4可能与炎症和纤维化反应 有关。先前的研究表明，TLR4在参与肝纤维化的几种信号通路中起重要作用。TLR4多态性与纤维化损伤 密切相关。当TLR的胞外结构域与其各自的配体结合并形成复合物时，TLR信号传导开始，从而主要通过TLR与这些衔接蛋白的相互作用增强TLR衔接蛋白的募集。已知的TLR信号衔接蛋白有MyD88、TRIF、TRAM、TIRAP、SARM和BCAP 。
炎症性疾病、肝脏疾病以及随后的活性氧(ROS)过量产生可能是由复苏休眠生物体导致的LPS诱导的肝损伤引起的，这些休眠生物体释放炎症分子 。这个过程是通过肠道屏障的破坏以及肠道菌群释放大量细胞壁成分(如LPS)来实现的，这些成分通过全身和门静脉循环，激活炎症细胞因子的释放，进而进一步损伤肠黏膜 。如先前研究所示，通过给予抗氧化剂和抗炎剂(如牛磺酸)来减少ROS信号传导是有益的，因为它可以减轻这种损伤 。
图5. Sirius红染色肝脏切片的显微镜照片。(A)对照组。(B):牛磺酸组。(C)TAA组。(D)Con TAA + 牛磺酸组。(E)晚期TAA + 牛磺酸组。(F)阳性染色区域。(A、C、E、G、I)放大倍数:100，标尺100。(B、D、F、H、J)放大倍数:400，标尺50。*:与对照组相比有显著性差异(P<0.05)，#:与TAA组相比有显著性差异 。
TLR4在不断接触源自肠道的LPS的肝细胞中表达。正常情况下，肝脏中TLR4及其衔接分子MD2和MyD88的表达相对较低，并对TLR4信号传导起负调节作用，这一过程称为“肝脏耐受”。由于TLR4对LPS的暴露增加和/或敏感性增加导致肝脏耐受的破坏可能会引发不适当的免疫反应 。最初，肠道屏障被破坏，大量LPS由进入循环的肠道菌群释放出来 。
脂多糖(LPS)通过与库普弗细胞 表面的Toll样受体4结合，诱导促炎细胞因子过度释放，包括肿瘤坏死因子 和白细胞介素-6，并产生活性氧(ROS)。根据先前的研究，肝细胞对LPS的反应很复杂，需要肝细胞、库普弗细胞、窦状内皮细胞和星状细胞之间的细胞间相互作用。肝细胞被认为对LPS有直接反应，类似于单核细胞和巨噬细胞。肝细胞反应迅速，因此绕过了库普弗细胞合成细胞因子(如肿瘤坏死因子-α、白细胞介素-1β、白细胞介素-6、白细胞介素-12、白细胞介素-18、白细胞介素-10)所需的时间，此外还能合成一氧化氮和氧自由基 。由于肝脏和肠道之间独特的解剖联系，库普弗细胞是最先接触LPS的细胞，因此，库普弗细胞表达Toll样受体4(TLR4) 。库普弗细胞参与肝脏毒性的复杂性越来越明显，因为一些肝损伤被归因于活化的库普弗细胞的有害作用 。尽管没有特异性标志物来识别肝脏库普弗细胞，但库普弗细胞可以通过其CD14、CD16、CD68、CD68和CD16的表达来识别 。CD14的表达被认为是肝脏中库普弗细胞活化的标志物，被认为会导致炎症和纤维化 。库普弗细胞中CD14的上调与几种形式的肝损伤的发病机制有关。库普弗细胞产生肿瘤坏死因子 是库普弗细胞活化的标志物，其产生量随LPS浓度增加呈剂量依赖性增加。CD14基因敲除小鼠和CD14抗体显示，库普弗细胞对LPS反应产生的肿瘤坏死因子 显著减少 。
图6. 抗 -平滑肌肌动蛋白(α-SMA)免疫染色肝脏切片的显微照片。(A)对照组。(B)牛磺酸组。(C)硫代乙酰胺(TAA)组。(D)Con TAA + 牛磺酸组。(E)晚期TAA + 牛磺酸组。(F) -SMA免疫表达百分比。α-SMA:α平滑肌肌动蛋白。(A、C、E、G、I):X:100，标尺100.，(B、D、F、H、J)X:400，标尺50。*:与对照组相比有显著性差异 ，#:与TAA组相比有显著性差异 。
肝损伤程度与LPS水平以及库普弗细胞CD14表达水平相关。此外，正常人类肝脏中库普弗细胞上的CD14表达较低，但在不同的炎症性肝病中会增加 。
因此，趋化因子的分泌上调，肝星状细胞(HSCs)对转化生长因子 的作用敏感。Toll样受体/核因子 -κB(TLR/NF- B)信号通路是炎症过程中参与炎症介质合成和分泌的主要途径，其中肿瘤坏死因子 是主要因素 。肿瘤坏死因子 调节其他炎症介质，如白细胞介素-1β、白细胞介素-6和白细胞介素-8 。
据报道，牛磺酸可降低肿瘤坏死因子-α、白细胞介素-6和过氧化物水平，因此在纤维化过程中减少了纤维化介质和胶原蛋白的积累 。牛磺酸降低肿瘤坏死因子 的升高，并通过Toll样受体/核因子 -κB(TLRs/NF- B)信号通路调节炎症反应 。
我们使用逆转录聚合酶链反应(RT-PCR)来评估脂多糖(LPS)诱导信号通路中一些相关因子的信使核糖核酸(mRNA)表达，比如Toll样受体4(TLR4)和核因子κB(NF-κB)，因为它们被认为是这些信号通路的主要相关因子 。牛磺酸降低了TLR4和NF-κB的mRNA水平，从而阻断该信号通路的活性，并减少炎性细胞因子的合成与释放 。
先前的研究表明，Toll样受体(TLRs)可以调节免疫受体并调控炎症过程 。LPS对TLR4的刺激是一个复杂的过程，涉及脂多糖结合蛋白(LBP)、分化抗原簇14(CD14)和髓系分化蛋白2(MD2)。LBP是一种可溶性蛋白，它从细菌膜上提取LPS并将其转运至CD14 。CD14被认为是枯否细胞(KC)膜表面LPS的受体，介导LPS信号转导 。
CD14-LBP-LPS复合物刺激LPS的特异性受体TLR4，触发一条涉及IκB蛋白磷酸化的KC信号通路，随后激活NF-κB的易位。根据Wu等人的研究，牛磺酸可以通过下调CD14的表达及其与LPS的结合来抑制LPS-KC信号通路 。本研究结果支持了这一结论，因为与硫代乙酰胺(TAA)组相比，两个牛磺酸处理组中TLR-4和NFκB基因表达以及白细胞介素-6(IL-6)、LPS、髓样分化因子88(MyD88)、MD2、CD14、转化生长因子-β1(TGF-β1)和肿瘤坏死因子-α(TNF-α)水平均显著降低。与TAA组相比，牛磺酸处理组中NF- B免疫阳性棕色染色也显著减少。
CD14将LPS转移至MD2 ，MD2被认为是一种二级相关蛋白，它与CD14-LPS形成复合物。它也被视为一种共受体，与TLR4物理结合，并通过中央疏水口袋结合LPS的脂质部分 。LPS与MD2的结合诱导MD2构象改变，从而实现TLR4同源二聚化和信号传导7，这进而可能触发KC信号通路。因此，NF-κB易位被激活，导致促炎细胞因子 过度表达，包括肿瘤坏死因子- ，引发活性氧(ROS)释放 。因此，进行对接研究以预测配体与其受体的结合模式，并探索牛磺酸的结合模式，研究可能的相互作用，从而了解结合模式和关键活性位点相互作用。
图7. 抗半胱天冬酶-3免疫染色肝脏切片的显微镜照片。(A)对照组。(B)牛磺酸组。(C)TAA组。(D)Con TAA + 牛磺酸组。(E)晚期TAA + 牛磺酸组。(F)半胱天冬酶-3免疫表达百分比。(A、C、E、G、I)放大倍数:100，标尺100。(B、D、F、H、J)放大倍数:400，标尺50。*:与对照组相比有显著性差异 ，#:与TAA组相比有显著性差异 。
脂多糖的损伤作用通过与LBP相互作用并通过CD14和MD2 与TLR4结合而发生。TLR4激活MyD88依赖性和TRIF依赖性(MyD88非依赖性途径)信号通路。NFκB的早期激活与MyD88依赖性途径密切相关，而TRIF依赖性途径参与NFκB的晚期激活。两条途径的激活对于响应TLR4刺激诱导下游促炎细胞因子分泌很重要 。MyD88募集IRAK4、TRAF6和TAK1。随后，IκB激酶复合体亚基发生降解，NF-κB被释放。然后NF-κB易位到细胞核 ，结果诱导IL-6、IL-12和TNFa的转录 。给予牛磺酸可以抑制TLR4与CD14-LBP-LPS复合体的结合和表达，从而减少损伤肝细胞的细胞因子的合成和释放 。似乎牛磺酸可以减轻肝损伤并抑制由LPS、TLR4和NF-κB过量产生导致的KC激活。牛磺酸对TLR4/NF-κB信号通路作用的推测机制总结于图10。
NF- 是炎症基因转录的关键调节因子 ，在易位到细胞核后作为转录因子发挥作用 。NF- 的激活在致癌过程中刺激炎症反应、细胞生长和存活 。因此，靶向NF-κB及其相关途径被认为是治疗肝纤维化的一种有前景的方法 。
先前的一项研究表明，牛磺酸可能通过TLR-2和TLR-4调节乳房链球菌诱导的乳腺组织炎症损伤。牛磺酸处理也显著抑制NF-κB DNA结合活性 .本研究结果支持了这些发现，因为与TAA组相比，牛磺酸处理组的NF-κB免疫阳性棕色染色和相对基因表达显著降低。在类风湿性关节炎患者中进行的另一项研究发现NF-κB活性和DNA结合减少 。TLR4缺陷小鼠在多种模型中抵抗肝纤维化 ，TNF- 刺激HSCs增殖，从而引发炎症信号 。
图8. 针对核因子κB的免疫染色肝脏切片的显微镜图片。(A)对照组。(B):牛磺酸组。(C)TAA组。(D)Con TAA + 牛磺酸组。(E)晚期TAA + 牛磺酸组。(F)NF-κB免疫表达百分比。(A、C、E、G、I)X: 100 标尺100。(B、D、F、H、J):X: 400 标尺50。*:与对照组相比有显著性差异 ，#:与TAA组相比有显著性差异 。
对细胞凋亡机制的探索突出了NF- 信号在细胞凋亡调控中的作用。然而，细胞凋亡依赖于半胱天冬酶的激活以及细胞内特定死亡底物的切割，因此细胞凋亡可被视为一种由半胱天冬酶介导的细胞死亡形式。活化的肝星状细胞显示出高水平的NF-κB以及NF-κB调节的抗凋亡蛋白，如IL-6 。连接细胞凋亡的主要有两条途径:内在(线粒体)途径和外在途径。细胞凋亡的外在途径主要通过半胱天冬酶-8启动，其激活下游效应半胱天冬酶-3，导致细胞凋亡 。内在凋亡途径涉及线粒体膜的破坏和凋亡因子的释放。半胱天冬酶-9的激活促进半胱天冬酶-3的产生，进而导致与细胞凋亡相关的形态和生化变化 。在本研究中，与TAA组相比，Con TAA + Tau组和晚期TAA + Tau组中半胱天冬酶-3免疫染色显著降低。牛磺酸的作用基于其抗氧化和抗凋亡活性，这与先前关于减少肝细胞氧化、凋亡和坏死的小鼠模型一致 。
根据Marshall等人 的研究，TLR4/MD2结合位点是激活TLR4的小分子激动剂的已知靶点。最近的一项研究 报道，合成肽模拟配体Neoseptin-3导致TLR4/MD2二聚化并激活TLR4信号，其配体结合模式与天然LPS分子不同。包含Phe126且从残基120延伸至残基129的口袋在与配体结合时呈现主链构象变化。结合时，Phe126的侧链翻转并指向结合口袋内部。分子对接研究表明牛磺酸与疏水性MD2结合位点具有良好的结合，与保守氨基酸Lys125、Phe126、Ser127和Tyr131形成四个极性相互作用，这可能是对生物学实验结果的合理解释。
方法
化学试剂。99%的硫代乙酰胺和99%纯的牛磺酸购自美国密苏里州圣路易斯的Sigma-Aldrich公司。
动物治疗概述。体重180 - 200克的成年雄性Sprague Dawley大鼠购自三角洲大学药学院动物房。所有动物护理和实验程序均经三角洲大学科学与技术学院机构动物护理和使用委员会批准。
图9. (A)牛磺酸(橙色)在TLR4 - MD2复合物结合位点(PDB代码:4G8A)内的结合，(B)牛磺酸与TLR4 - MD2复合物结合位点的二维结合模式(PDB代码:4G8A)，(C)牛磺酸与TLR4 - MD2复合物结合位点的三维结合模式(PDB代码:4G8A)。
技术(批准号:FPDV 9/2019)。所有实验均按照相关指南和法规以及ARRIVE指南 进行。动物饲养在特定测量的环境条件下: 湿度和 光照/黑暗周期，并喂食标准颗粒饲料，允许自由饮水。
实验设计。经过一周的适应期后，40只大鼠被分为五组(n = 8)，如下:对照组(Control)、牛磺酸组(Tau)、TAA组、联合牛磺酸组(Con TAA + Tau)；以及晚期牛磺酸组(晚期TAA + Tau)。不同组分别按照Yang等人2016年 和Furtado等人2012年 先前报道的剂量给药。
实验设计原理。我们旨在通过测量牛磺酸的抗氧化作用、抗炎作用和抗凋亡作用，并进行对接研究，来研究牛磺酸对TAA诱导的肝纤维化的间接和直接影响。
样本采集。在实验结束时，所有大鼠禁食至少8小时。从眶后静脉采集血样，并离心15分钟以获得血清，血清储存在 。收集所有组的大鼠肝脏，称重，并分成三个特定部分。用于组织学和免疫组织化学检查的第一部分固定在10%甲醛生理盐水中(埃及开罗的El-Nasr化学公司)。为了制备肝脏匀浆，第二部分在含有1.15%KCl的十倍体积的磷酸钾缓冲液(0.01M，pH7.4)中匀浆。为防止蛋白质水解，在匀浆溶液中加入PMSF(蛋白酶抑制剂)、EDTA(螯合剂)和DTT(还原剂)，然后在 下离心 五分钟。将清亮溶液储存在 以备进一步的生化测试。为了通过qRT-PCR评估基因表达，最后一部分立即在液氮中冷冻，并储存在 。
图10. 牛磺酸调节Toll样受体4/核因子κB信号通路。GSH:还原型谷胱甘肽，ALT:丙氨酸转氨酶，AST:天冬氨酸转氨酶，MDA:丙二醛，LPS:脂多糖，TLR4:Toll样受体4，MD2:髓样分化蛋白2，MyD88:髓样分化初级反应蛋白，CD14:分化簇14，IRAK:白细胞介素-1受体相关激酶，TRAF6:肿瘤坏死因子受体相关因子-6，MAPK:丝裂原活化蛋白激酶，IKK:IκB激酶复合物，NF-κB:核因子-κB，IL-6:白细胞介素-6，TGF-β1:转化生长因子 ，TNF- :肿瘤坏死因子- ， -SMA:α平滑肌肌动蛋白。
| 周数 | (1) | (2) | (3) | (4) | (5) | (6) | (7) | (8) | (9) | (10) | (11) | (12) |
| 对照组 | - | 0.2毫升磷酸盐缓冲液(10毫摩尔，pH值7.4)腹腔注射，每周两次 | ||||||||||
| Tau组 | - | 100毫克/千克，腹腔注射，每日 | ||||||||||
| 硫代乙酰胺组 | - | 的硫代乙酰胺 溶于磷酸盐缓冲液中，腹腔注射，每周两次 | ||||||||||
| (对照硫代乙酰胺+ Tau)组 | - | 大鼠在注射硫代乙酰胺(与硫代乙酰胺组剂量相同)两小时后给予牛磺酸(与Tau组剂量相同) | ||||||||||
| (晚期硫代乙酰胺+ Tau)组 | 注射硫代乙酰胺(与硫代乙酰胺组剂量相同) | 随后4周注射牛磺酸(与Tau组剂量相同) | ||||||||||
表2. 实验动物设计。Tau，牛磺酸；TAA，硫代乙酰胺；Con，伴随物。
生化分析。血清丙氨酸氨基转移酶(ALT)(产品编号:GOT111060)、天冬氨酸氨基转移酶(AST)(产品编号:GPT113100)、总蛋白(产品编号:TP116250)和血清白蛋白(产品编号:ALB100250)购自生物医学诊断公司(埃及巴德尔市实验室技术的Egy-Chem公司)。按照制造商的说明，使用上述商业试剂盒通过分光光度法对血清中的ALT、AST、总蛋白和白蛋白进行定量。根据制造商描述的方法，用比色法测定肝匀浆中还原型谷胱甘肽(GSH)的水平(产品编号:K464；来自美国加利福尼亚州米尔皮塔斯市的BioVesion公司)和脂质过氧化程度(MDA)检测(产品编号:LIP39-K01；来自美国马萨诸塞州波士顿市的Eagle Biosciences公司)。
| 引物 | 序列 |
| TLR - 4(基因库登录号NM053819.1) | 5’- AGACATCCAAAGGAATACTGCAA -3’(正义链)，5’- GCCTTCATGTCTATAGGTGATGC -3’(反义链) |
| NF - κB(基因库登录号NM001276711.1) | 5’- CTGCGATACCTTAATGACAGCG-3’(正义链)， 5’- AATTTGGCTTCCTTTCTTGGCT -3’(反义链) |
| β - 肌动蛋白(基因库登录号NM001106409.1)作为内参 | 5’-GACGAGGCCCAGAGCAAGAGAGG-3’(正义链)，5’-GATCCACATCTGCTGGAAGGTGGAC-3’(反义链) |
表3. RT-PCR步骤中使用的引物序列。TLR-4，Toll样受体-4；NF-κB，核因子-κB。
酶联免疫吸附测定(ELISA)。IL-6 ELISA试剂盒(目录编号:K4145)购自BioVesion(美国加利福尼亚州米尔皮塔斯)。脂多糖(LPS)(目录编号:MBS704575)、髓样分化初级反应蛋白(MyD88)(目录编号:MBS7204118)、髓样分化蛋白2(MD2)(目录编号:MBS3808316)、分化簇14(CD14)(目录编号:MBS731954)、转化生长因子β1(TGF-β1)(目录编号:MBS702305)和肿瘤坏死因子α(TNFα)(目录编号:MBS355371)ELISA试剂盒购自MyBioSource(美国加利福尼亚州圣地亚哥)。按照制造商的方案在肝脏匀浆中测量IL-6、LPS、MyD88、MD2、CD14、TGF-β1和TNFα。
实时荧光定量PCR。使用从德国耶拿生物科学公司购买的总RNA纯化试剂盒从匀浆的实验组织中提取总RNA。使用存档试剂盒(美国加利福尼亚州福斯特城应用生物系统公司)将RNA转化为cDNA。使用Go Taq PCR预混液(美国威斯康星州麦迪逊普洛麦格公司)进行qPCR。初始变性步骤在 下进行 ，然后在 下变性 ，退火和延伸在 下进行1分钟，然后在 下进行30秒，在Step One实时荧光定量PCR系统(美国加利福尼亚州福斯特城应用生物系统公司)上进行。所用引物见表3。
组织学和免疫组织化学技术。将来自不同实验组的肝脏样本立即固定在10%中性福尔马林中，然后制备石蜡块，切片厚度为5μm，并进行苏木精-伊红(HE)染色以进行组织病理学分析，以揭示肝脏结构变化。如先前报道 那样，对肝纤维化程度进行盲法评估和评分。其中，根据评分系统对门静脉扩张和纤维化进行分级；(0):未检测到纤维化，(1):一些门静脉区域显示纤维性扩张，伴有或不伴有短纤维间隔，(2):大多数门静脉区域显示纤维性扩张，伴有或不伴有短纤维间隔，(3):大多数门静脉区域显示纤维性扩张，伴有散在的门静脉-门静脉(P-P)桥接，(4):门静脉区域显示纤维性扩张，伴有明显的(P-P)以及(P-C)桥接，(5):明显的桥接(P-P和/或P-C)，伴有罕见结节(不完全肝硬化)，(6):确定或可能为肝硬化。此外；使用标准方案进行天狼星红染色，以使用Image J程序对胶原蛋白含量进行形态计量分析，表明肝脏结构变化。
对caspase-3、核因子κB(NF-κB)和α-平滑肌肌动蛋白( -SMA)抗体进行免疫组织化学分析(目录编号:54-0017；来自美国加利福尼亚州Genemed生物技术公司)，其中，向肝脏切片载玻片上加入抗原修复液(EDTA溶液，pH 8)，然后加入0.3%过氧化氢和蛋白封闭剂，然后用大鼠抗Caspase-3或抗NF-κB或抗α-SMA抗体(1:100稀释)进行孵育。用抗大鼠IgG二抗(HRP)进行孵育，然后用(液体DAB + 底物显色系统)进行显色。用Mayer苏木精作为复染剂。使用Image J分析软件(美国国立卫生研究院，马里兰州)检测肝脏组织因阳性反应产生的阳性染色结果，并将染色面积百分比(免疫组织化学染色定量)表示为平均 。
分子对接研究。TLR4具有特征性的马蹄形结构。MD2结合在马蹄形环的一侧，并与配体平滑连接。MD2具有由两个反平行β-折叠组成的 -杯状折叠结构，形成一个用于配体结合的大疏水口袋。
分子对接研究是预测配体与其受体结合模式的有效方法。为了探究牛磺酸的结合模式，我们将该化合物模拟对接至MD2的大疏水结合口袋中，以观察可能的相互作用，进而了解其结合模式和关键活性位点相互作用。我们使用分子操作环境软件(MOE) ，基于人TLR4与MD2和LPS复合物的晶体结构(PDB编号:4G8A) 进行分子对接研究。该化合物使用MOE构建器构建，通过力场算法进行能量最小化，蛋白质通过添加缺失的氢原子进行制备，并使用三角形匹配器放置技术进行50次对接运行，并根据伦敦dG评分函数对结合能量进行评分。在本研究中，我们试图通过对接研究探究牛磺酸对TLR4的直接作用，以了解牛磺酸在TLR4-MD2复合物内部的相互作用方式。
统计分析。定量变量的描述性统计采用均值 标准误差。组间比较采用单因素方差分析。两组间差异比较采用Student t检验。非参数数据(纤维化评分)的检验采用Kruskal-Wallis检验和Dunn事后检验。使用GraphPad Prism 7(GraphPad软件公司，美国加利福尼亚州圣地亚哥，www.graphpad.com)进行统计分析。统计学显著性预先定义为 。
结论
牛磺酸的同时给药和晚期给药均对TAA诱导的大鼠肝纤维化显示出显著活性，同时给药显示出更有前景的结果。
牛磺酸的抗纤维化作用归因于其抗氧化(MDA、GSH)、抗炎(LPS、MyD88、MD2、CDl4、TLR4、NF-κB、IL-6、TGF-β1、TNF-α)和抗凋亡作用(caspase-3)，主要通过调节TLR4/NF- B信号通路，间接通过下调LPS实现。对接研究表明牛磺酸在TLR4-MD2复合物结合位点内具有良好的直接结合，结合能为 。
收稿日期:2020年6月24日；录用日期:2021年5月13日
网络发表时间:2021年6月10日
参考文献
1. Sanchez-Valle, V., Chavez-Tapia, N. C., Uribe, M. & Mendez-Sanchez, N. Role of oxidative stress and molecular changes in liver fibrosis: a review. Curr. Med. Chem. 19, 4850-4860. https://doi.org/10.2174/092986712803341520 (2012).
2. Wells, R. G. The role of matrix stiffness in regulating cell behavior. Hepatology 47, 1394-1400. https://doi.org/10.1002/hep.22193 (2008).
3. Kalluri, R. & Neilson, E. G. Epithelial-mesenchymal transition and its implications for fibrosis. J. Clin. Investig. 112, 1776-1784. https://doi.org/10.1172/jci20530 (2003).
4. Wells, R. G., Kruglov, E. & Dranoff, J. A. Autocrine release of TGF-beta by portal fibroblasts regulates cell growth. FEBS Lett. 559, 107-110. https://doi.org/10.1016/s0014-5793(04)00037-7 (2004).
5. Forbes, S. J. et al. A significant proportion of myofibroblasts are of bone marrow origin in human liver fibrosis. Gastroenterology 126, 955-963. https://doi.org/10.1053/j.gastro.2004.02.025 (2004).
6. Heidelbaugh, J. J. & Bruderly, M. Cirrhosis and chronic liver failure: part I. Diagnosis and evaluation. Am. Family Phys. 74, 756-762 (2006).
7. Perz, J. F., Armstrong, G. L., Farrington, L. A., Hutin, Y. J. & Bell, B. P. The contributions of hepatitis B virus and hepatitis C virus infections to cirrhosis and primary liver cancer worldwide. J. Hepatol. 45, 529-538. https://doi.org/10.1016/j.jhep.2006.05.013 (2006).
8. Bataller, R. & Brenner, D. A. Liver fibrosis. J. Clin. Investig. 115, 209-218. https://doi.org/10.1172/JCI24282 (2005).
9. Tacke, F. & Weiskirchen, R. Update on hepatic stellate cells: pathogenic role in liver fibrosis and novel isolation techniques. Expert Rev. Gastroenterol. Hepatol. 6, 67-80. https://doi.org/10.1586/egh.11.92 (2012).
10. Desmet, V. J. & Roskams, T. Cirrhosis reversal: a duel between dogma and myth. J. Hepatol. 40, 860-867. https://doi.org/10.1016/j.jhep.2004.03.007 (2004).
11. Iredale, J. P. et al. Mechanisms of spontaneous resolution of rat liver fibrosis. Hepatic stellate cell apoptosis and reduced hepatic expression of metalloproteinase inhibitors. J. Clin. Investig. 102, 538-549. https://doi.org/10.1172/jci1018 (1998).
12. Ripps, H. & Shen, W. Review: taurine: a "very essential" amino acid. Mol. Vis. 18, 2673-2686 (2012).
13. De Luca, A., Pierno, S. & Camerino, D. C. Taurine: the appeal of a safe amino acid for skeletal muscle disorders. J. Transl. Med. 13, 243. https://doi.org/10.1186/s12967-015-0610-1 (2015).
14. Lombardini, J. B. Effects of ATP and taurine on calcium uptake by membrane preparations of the rat retina. J. Neurochem. 40, 402-406. https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.1983.tb11296.x (1983).
15. Grimble, R. F. The effects of sulfur amino acid intake on immune function in humans. J. Nutr. 136, 1660s-1665s. https://doi.org/10.1093/jn/136.6.1660S(2006).
16. Kontny, E. et al. The mechanism of taurine chloramine inhibition of cytokine (interleukin-6, interleukin-8) production by rheumatoid arthritis fibroblast-like synoviocytes. Arthritis Rheum. 43, 2169-2177. https://doi.org/10.1002/1529-0131(200010) 43:10%3c2169::aid-anr4%3e3.0.co;2-# (2000).
17. Grimble, R. F. Sulphur amino acids and the metabolic response to cytokines. Adv. Exp. Med. Biol. 359, 41-49. https://doi.org/ 10.1007/978-1-4899-1471-2_5 (1994).
18. Huxtable, R. J. T. Past, present, and future. Adv. Exp. Med. Biol. 403, 641-650 (1996).
19. Erdem, A. et al. The effect of taurine on mesenteric blood flow and organ injury in sepsis. Amino Acids 35, 403-410. https://doi.org/10.1007/s00726-007-0622-0 (2008).
20. Nagl, M., Hess, M. W., Pfaller, K., Hengster, P. & Gottardi, W. Bactericidal activity of micromolar N-chlorotaurine: evidence for its antimicrobial function in the human defense system. Antimicrob. Agents Chemother. 44, 2507-2513. https://doi.org/10.1128/ aac.44.9.2507-2513.2000 (2000).
21. Verdrengh, M. & Tarkowski, A. Inhibition of septic arthritis by local administration of taurine chloramine, a product of activated neutrophils. J. Rheumatol. 32, 1513-1517 (2005).
22. Ebrahim, A. S., Babu, E., Thirunavukkarasu, C. & Sakthisekaran, D. Protective role of vitamin E, 2-deoxy-D-glucose, and taurine on perchloroethylene induced alterations in ATPases. Drug Chem. Toxicol. 24, 429-437. https://doi.org/10.1081/dct-100106267 (2001).
23. Zeidan-Chulia, F. et al. Major components of energy drinks (caffeine, taurine, and guarana) exert cytotoxic effects on human neuronal SH-SY5Y cells by decreasing reactive oxygen species production. Oxid. Med. Cell. Longev. 2013, 791795. https://doi.org/10.1155/2013/791795 (2013).
24. Huxtable, R. J. et al. (eds) Taurine 2: Basic and Clinical Aspects (Springer US, 1996).
25. Ghandforoush-Sattari, M. & Mashayekhi, S. Evaluation of taurine as a biomarker of liver damage in paracetamol poisoning. Eur. J. Pharmacol. 581, 171-176. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2007.11.038 (2008).
6. Miyazaki, T. & Matsuzaki, Y. Taurine and liver diseases: a focus on the heterogeneous protective properties of taurine. Amino Acids 46, 101-110. https://doi.org/10.1007/s00726-012-1381-0 (2014).
27. Menzie, J., Pan, C., Prentice, H. & Wu, J.-Y. Taurine and central nervous system disorders. Amino Acids 46, 31-46. https://doi.org/10.1007/s00726-012-1382-z (2014).
28. Huxtable, R. J. Taurine in the central nervous system and the mammalian actions of taurine. Prog. Neurobiol. 32, 471-533. https://doi.org/10.1016/0301-0082(89)90019-1 (1989).
29. Foos, T. M. & Wu, J. Y. The role of taurine in the central nervous system and the modulation of intracellular calcium homeostasis. Neurochem. Res. 27, 21-26. https://doi.org/10.1023/a:1014890219513 (2002).
30. Wu, J.-Y. & Prentice, H. Role of taurine in the central nervous system. J. Biomed. Sci. 17, S1. https://doi.org/10.1186/1423-0127- 17-S1-S1 (2010).
硫代乙酰胺,大鼠肝纤维化模型,牛磺酸,MD2蛋白,TLR4/NF‑κB
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