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靶下切割和释放(CUT&RUN)文库制备试剂盒借助独特的试剂,为 Illumina® 测序实现高保真度的文库构建。该试剂盒配备了经过优化的简化流程,专门适用于高灵敏度的 CUT&RUN 应用,包括低细胞投入量的相关实验。
其中包含执行末端修复、接头连接、用于最多48个样本多重检测的组合双索引技术,以及使用CUTANA DNA纯化磁珠(型号:211407)进行DNA纯化的所有必要试剂。若需增加多重检测样本数,可组合使用引物组1和引物组2,在单个测序通道中对最多96个样本进行测序。将本试剂盒与CUT&RUN试剂盒(型号:141048)搭配使用,可为染色质图谱分析实验提供一套从细胞到测序的完整解决方案,配套的所有必要对照和经验证的试剂可确保用户获得高质量数据的可靠性。
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产品组分
内容
型号
规格 储存温度
靶下切割和释放(CUT&RUN)文库制备试剂盒(引物1) CN141001-01 48次(含引物1) -20°C 靶下切割和释放(CUT&RUN)文库制备试剂盒(引物1) CN141001-02 96次(含引物1) -20°C 操作手册
1 1 常温
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注意事项
保存建议 厂家推荐蓝冰运输。当您收到产品后,按照说明书建议保存于-20°C。 -
FAQ
接头二聚体是由测序接头自连产生的,因其片段尺寸小,在 PCR 中会被优先扩增。接头二聚体污染会在约 150 bp处形成一个特征峰(见下图),主要成因包括:起始 DNA 量过低、接头连接效率不佳,以及 / 或者文库纯化时使用了过量磁珠。
在生物分析仪(Bioanalyzer)或 TapeStation 检测图谱中,接头二聚体的占比应不超过200–700 bp区间总片段产量的 5%(即图谱中的积分百分比<5%)。
为减少接头二聚体,配制连接反应时需将接头连接相关试剂置于冰上。若文库中接头二聚体占比>5%,应按照本公司 DNA 纯化磁珠(CN21-1407)应用说明中给出的磁珠/DNA 比例进行去除。

图 1. CUT&RUN H3K27me3 文库的 TapeStation 典型检测图谱,包含接头二聚体峰(~150 bp,红色箭头)与预期的文库主峰(~300 bp,蓝色箭头)。红色标线标注200–700 bp区间,该区间用于计算文库浓度。
低浓度文库测序的注意事项
本文同样适用于 甲基化 CUT&RUN(meCUT&RUN)实验。
在部分实验中,文库产量偏低是难以避免的(例如对低丰度靶标进行定位、和 / 或使用的细胞数量较少)。针对低浓度文库,可参考以下方案:
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重新构建文库使用更多的 CUT&RUN 富集 DNA 作为起始模板,和 / 或增加标签 PCR 的循环数,以提升测序所需的文库产量。注意:增加 PCR 循环数可能导致重复读长比例升高,需要提高测序深度以保证序列多样性。
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浓缩文库后测序若无法重新建库,可使用 ** 真空浓缩仪(Speedvac)** 提高文库浓度,并在测序混合样本中加入尽可能多的文库。建议提高测序深度,以保证低浓度文库获得足够的有效数据量。
两种情况均强烈建议提高测序深度。
CUT&RUN 与 CUT&Tag 测序数据分析
CUT&RUN 和 CUT&Tag 的数据分析方式与染色质免疫共沉淀测序(ChIP-seq)数据集分析方法相近,但存在几处核心区别。针对 CUT&RUN 与 CUT&Tag 数据分析简要说明如下:
借助 Bowtie2 [1] 将原始测序读段比对至参考基因组。可使用整合基因组可视化工具(IGV)[2] 以及 deepTools2 [3] 完成富集信号可视化工作,例如在基因组浏览器中绘制 bigWig 格式文件图谱。
在富集峰识别工作中,埃皮赛弗公司常选用 MACS2 [4] 和 SICER [5] 两款原本应用于 ChIP-seq 分析的软件,这两款软件也十分适配 CUT&RUN 数据分析 [6]。可对 SICER 参数进行调整,分别用于分析尖锐型富集峰(如组蛋白修饰 H3K4me3)和大范围富集区域(如组蛋白修饰 H3K27me3)[7]。除此之外还有其他分析工具可选,其中 SEACR [8] 是专为 CUT&RUN 数据研发的富集峰识别工具;CUT&RUNTools 2.0 分析流程则适配 CUT&RUN 与 CUT&Tag 两类数据,还可用于单细胞层面相关数据分析 [9]。建议使用者尝试多款分析软件,挑选能够精准呈现研究目标分子特征的工具。
为区分有效信号与背景噪音,埃皮赛弗公司利用 bedTools 软件计算峰内读段占比(FRiP),并对比实验组样本与对照组样本的峰内读段占比数值 [10]。还可运用其他工具开展差异分析与热图绘制工作,例如 DESeq2 [11]、deepTools2 [3]。
参考文献
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Langmead & Salzberg. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Methods 9, 357-359 (2012).
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Robinson et al. Integrative Genomics Viewer. Nat Biotechnol 29, 24–26 (2011).
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Ramírez et al. deepTools2: a next generation web server for deep-sequencing data analysis. Nucleic Acids Res 8, 44 (2016).
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Liu T. Use model-based Analysis of ChIP-Seq (MACS) to analyze short reads generated by sequencing protein-DNA interactions in embryonic stem cells. Methods Mol Biol 1150, 81-95 (2014).
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Zang C et al. A clustering approach for identification of enriched domains from histone modification ChIP-Seq data. Bioinformatics 25, 1952-1958 (2009).
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Evans et al. Ybx1 fine-tunes PRC2 activities to control embryonic brain development. Nat Commun 11, 4060 (2020).
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Laczik M et al. Iterative Fragmentation Improves the Detection of ChIP-seq Peaks for Inactive Histone Marks. Bioinform Biol Insights 10, 209-224 (2016).
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Meers et al. Peak calling by Sparse Enrichment Analysis for CUT&RUN chromatin profiling. Epigenetics Chromatin 12, 42 (2019).
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Yu F et al. CUT&RUNTools 2.0: A pipeline for single-cell and bulk-level CUT&RUN and CUT&Tag data analysis. Bioinformatics 38, 252-254 (2021).
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Schep AN et al. chromVAR: inferring transcription-factor-associated accessibility from single-cell epigenomic data. Nat Methods 14, 975-978 (2017).
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Love MI et al. Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome Biol 15, 550 (2014).
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Multiomic screening platform uncovers the impact of histone mutations on chromatin and cell fate
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